{"id":32561,"date":"2022-11-15T21:29:06","date_gmt":"2022-11-15T21:29:06","guid":{"rendered":"http:\/\/enolife.com.ar\/es\/?p=32561"},"modified":"2022-11-21T22:23:15","modified_gmt":"2022-11-21T22:23:15","slug":"como-aumentar-la-cantidad-de-antocianos-y-taninos-en-el-vino-tinto-con-tecnicas-quimicas-y-fisicas","status":"publish","type":"post","link":"https:\/\/enolife.com.ar\/es\/como-aumentar-la-cantidad-de-antocianos-y-taninos-en-el-vino-tinto-con-tecnicas-quimicas-y-fisicas\/","title":{"rendered":"C\u00f3mo aumentar la cantidad de antocianos y taninos en el vino tinto con t\u00e9cnicas qu\u00edmicas y f\u00edsicas"},"content":{"rendered":"\n

Los taninos son uno de los principales compuestos responsables de la calidad del vino tinto. Estos compuestos est\u00e1n en la piel y las semillas de la uva y se transfieren al mosto y al vino durante la maceraci\u00f3n en la vinificaci\u00f3n, pero esta transferencia nunca es completa. Esto podr\u00eda deberse a que los taninos extra\u00eddos se unen a los polisac\u00e1ridos de las paredes celulares de la pulpa y la piel, que est\u00e1n presentes en altas concentraciones en el mosto.<\/strong><\/em><\/h4>\n\n\n\n
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Esta investigaci\u00f3n de tres cient\u00edficas de la Universidad de Murcia, Espa\u00f1a, que aqu\u00ed replicamos, estudia tres t\u00e9cnicas para incrementar la cantidad de estos compuestos en el vino: adici\u00f3n de enzimas hidrol\u00edticas, uso de polisac\u00e1ridos solubles y aplicaci\u00f3n de ultrasonidos en bodega.<\/strong><\/em><\/h4>\n\n\n\n
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Por Andrea Osete-Alcaraz, Ana Bel\u00e9n Bautista-Ort\u00edn y Encarna Gomez-Plaza<\/strong>, del Departamento de Tecnolog\u00eda de Alimentos, Nutrici\u00f3n y Bromatolog\u00eda, Facultad de Veterinaria, Universidad de Murcia, Espa\u00f1a<\/em><\/p>\n\n\n\n

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Para estudiar las interacciones entre la uva y el vino en relaci\u00f3n a los compuestos mencionados, esta investigaci\u00f3n se centra en algunos enfoques enol\u00f3gicos. Un enfoque estudiado ha sido la optimizaci\u00f3n del uso de enzimas deconstructoras de la pared celular<\/strong>, que podr\u00edan reducir estas interacciones y aumentar la cantidad de taninos, analizando diferentes combinaciones y formas de adici\u00f3n (individualmente, en serie o secuencial) de diferentes enzimas hidrol\u00edticas. Tambi\u00e9n el uso de polisac\u00e1ridos solubles<\/strong> es una estrategia que se ha estudiado. La aplicaci\u00f3n de la tecnolog\u00eda de ultrasonidos<\/strong> en bodega puede ser, asimismo, una herramienta interesante para limitar estas interacciones.<\/p>\n\n\n\n

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Introducci\u00f3n<\/strong><\/p>\n\n\n\n

Los antocianos<\/strong> y las proantocianidinas<\/strong> -m\u00e1s conocidas en el mundo enol\u00f3gico como taninos- son los compuestos m\u00e1s directamente responsables del color y cuerpo de los vinos. <\/p>\n\n\n\n

Los antocianos son responsables del color rojo del vino, mientras que los taninos, aunque no presentan color rojo, participan en la estabilizaci\u00f3n del color del vino a trav\u00e9s de la formaci\u00f3n de nuevos compuestos tales como los formados por un enlace directo entre antocianos y taninos, los ligados por puente de etilo y la formaci\u00f3n de flavanil-piranoantocianos. <\/p>\n\n\n\n

Adem\u00e1s, los taninos contribuyen a otras caracter\u00edsticas sensoriales de los vinos, sobre todo el cuerpo, la astringencia y el amargor. <\/p>\n\n\n\n

La gran importancia sensorial ha quedado demostrada en los estudios de Mercurio et al. (2010)<\/strong>, Kassandra y Kennedy (2011)<\/strong> y Saenz-Navajas et al. (2011)<\/strong>, donde se ha puesto de manifiesto que la aceptaci\u00f3n de vinos \u00abpremium\u00bb por catadores expertos y el precio previsto para algunos vinos est\u00e1 directamente ligado con el contenido en polifenoles y proantocianidinas de los vinos.<\/p>\n\n\n\n

Estos compuestos se encuentran en las c\u00e9lulas del hollejo de las uvas, dentro de vacuolas o ligados a la pared celular y tambi\u00e9n, en el caso de los taninos, en las semillas. Durante la maceraci\u00f3n, estos compuestos se extraen de la uva al mosto.<\/p>\n\n\n\n

Dado su fuerte influencia en la calidad de los vinos tintos, se han realizado muchos estudios para determinar c\u00f3mo funcionan los mecanismos de su extracci\u00f3n de la uva al mosto. Est\u00e1 claro que durante la maceraci\u00f3n se requiere que se rompan las paredes celulares para que se extraigan los compuestos de las vacuolas y, por lo tanto, dos de los factores que condicionar\u00e1n su presencia en el vino ser\u00e1n la cantidad de estos compuestos en el hollejo en el momento de la vendimia y la facilidad o dificultad para su extracci\u00f3n. <\/p>\n\n\n\n

As\u00ed, se ha demostrado que conocer las cantidades de antocianos y taninos en la piel no es suficiente para estimar lo que va a encontrarse en el vino (Adams y Scholz, 2008<\/strong>; Busse- Valverde et al., 2012<\/strong>; Busse-Valverde et al., 2010<\/strong>; Harbertson et al., 2002<\/strong>), siendo normalmente las cantidades encontradas en los vinos menores que las esperadas (Busse- Valverde et al., 2012<\/strong>) y esto se ha atribuido de forma habitual a que parte de  los  compuestos fen\u00f3licos no llegan a salir de las c\u00e9lulas de las pieles por el papel barrera de la paredes celulares (Ortega-Regules et al. 2006<\/strong>).<\/p>\n\n\n\n

Pero, en los \u00faltimos a\u00f1os se ha estudiado otro fen\u00f3meno que tambi\u00e9n resulta ser responsable de parte de estas observaciones, y es que las paredes celulares no s\u00f3lo act\u00faan como barrera difusional sino que tambi\u00e9n interaccionan con los compuestos polif\u00e9nolicos cuando est\u00e1n en soluci\u00f3n, adsorbi\u00e9ndolos. Estas interacciones se han estudiado fundamentalmente con los taninos. <\/p>\n\n\n\n

Estas interacciones contribuyen a la baja concentraci\u00f3n de taninos en los mostos (con respecto a lo encontrado en la uva), no s\u00f3lo por ser las paredes celulares una barrera para la extracci\u00f3n del contenido vacuolar, sino porque las paredes celulares del hollejo y la pulpa (que se encuentran en grandes cantidades en el mosto en suspensi\u00f3n tras el estrujado de la uva) adsorben parte de estos compuestos, y as\u00ed adsorbidos se pierden posteriormente en el descube y trasiegos.<\/p>\n\n\n\n

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Tecnol\u00f3gicamente, el inter\u00e9s de esta investigaci\u00f3n se centra en limitar su adsorci\u00f3n o en facilitar su desorci\u00f3n<\/strong>, para que esas interacciones no sean un factor limitante de la concentraci\u00f3n de antocianos y taninos en los vinos. El desarrollo de t\u00e9cnicas para romper y\/o limitar estas interacciones entre las paredes celulares y los compuestos fen\u00f3licos durante la vinificaci\u00f3n puede llevarnos a un incremento potencial de compuestos fen\u00f3licos en el vino.<\/p>\n\n\n\n

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Para conseguir estos objetivos, se plantearon investigar las siguientes posibilidades:<\/strong><\/p>\n\n\n\n

a) Uso de enzimas:<\/strong> Las aplicaciones de las enzimas en la degradaci\u00f3n de la pared celular han sido largamente estudiadas. Las enzimas de maceraci\u00f3n usadas en enolog\u00eda fueron primeramente dise\u00f1adas para degradar la pared celular, la barrera limitante para la extracci\u00f3n de compuestos fen\u00f3licos del interior de la uva, por su papel en la degradaci\u00f3n de la red estructural de las paredes, pero tambi\u00e9n podr\u00edan, a su vez, limitar la extensi\u00f3n de las interacciones que se producen entre las paredes ya en suspensi\u00f3n en el mosto y los compuestos polifen\u00f3licos, ya que determinados experimentos parecen indicar que las t\u00e9cnicas que manipulan y degradan las fracciones de pectinas, los polisac\u00e1ridos de la pared celular que tienen la mayor afinidad por los polifenoles y especialmente los taninos (Ruiz- Garc\u00eda et al., 2014<\/strong>), podr\u00edan hacer que se incrementar\u00e1n \u00e9stos durante la vinificaci\u00f3n.<\/p>\n\n\n\n

b) Uso de polisac\u00e1ridos solubles:<\/strong> Estos compuestos, sobre todo en forma de manoprote\u00ednas, se utilizan en los vinos para estabilizar los taninos, incrementando asimismo el cuerpo del vino. Pero tambi\u00e9n se ha observado que estos compuestos son capaces de desorber taninos ligados a las paredes celulares (Renard et al., 2001<\/strong>). El estudio de su aplicaci\u00f3n al inicio de la elaboraci\u00f3n permite observar estos efectos.<\/p>\n\n\n\n

c) Aplicaci\u00f3n de t\u00e9cnicas f\u00edsicas que favorezcan la desorci\u00f3n – aplicaci\u00f3n de ultrasonidos:<\/strong> La aplicaci\u00f3n de ultrasonidos es una metodolog\u00eda emergente en Tecnolog\u00eda de alimentos (Awad et al., 2012<\/strong>; Tao y Sun, 2015<\/strong>). Seg\u00fan la frecuencia a la que se trabaje, se usan los m\u00e9todos de baja o alta energ\u00eda. Los m\u00e9todos de ultrasonidos de baja energ\u00eda trabajan a frecuencias mayores de 100 kHz e intensidades por debajo de 1 Wcm2, y se utilizan fundamentalmente para an\u00e1lisis no invasivos y para monitorizar procesos en alimentos. Las t\u00e9cnicas de alta energ\u00eda usan intensidades superiores a las anteriores y frecuencias entre 20 y 100 kHz, e inducen cambios en las propiedades mec\u00e1nicas, f\u00edsicas o bioqu\u00edmicas de los alimentos. Los efectos qu\u00edmicos de los ultrasonidos no ocurren por una interacci\u00f3n directa con las especies moleculares, sino por el fen\u00f3meno de la cavitaci\u00f3n ac\u00fastica, donde la formaci\u00f3n, crecimiento y colapso implosivo de burbujas de gas en el seno de l\u00edquidos libera una alta cantidad de presi\u00f3n y energ\u00eda. Cuando este colapso ocurre cerca de superficies s\u00f3lidas se forman \u00abmicrojets\u00bb, que provocan efectos sobre esa superficie. Asimismo, las mol\u00e9culas de agua se pueden romper para formar radicales que pueden afectar a fen\u00f3menos relacionados con la oxidaci\u00f3n de determinadas especiesmoleculares. Se ha estudiado su uso para incrementar la extracci\u00f3n de compuestos fen\u00f3licos durante la maceraci\u00f3n. Aqu\u00ed se exploran, por una parte, si las altas temperaturas y presiones que localmente se alcanzan debido al fen\u00f3meno de cavitaci\u00f3n, pueden ayudar a la liberaci\u00f3n de polifenoles adsorbidos a las paredes celulares (bien que se encuentran en suspensi\u00f3n en el mosto) y, por otra parte, c\u00f3mo afectan los ultrasonidos a la estructura de la pared celular, si podr\u00edan limitar la adsorci\u00f3n y\/o incrementar la liberaci\u00f3n de polisac\u00e1ridos de \u00e9stas de forma similar al efecto observado sobre las l\u00edas de levaduras (Cacciola et al., 2013<\/strong>).<\/p>\n\n\n\n

Por todo ello, el objetivo global de este trabajo de investigaci\u00f3n es estudiar la aplicaci\u00f3n de t\u00e9cnicas bioqu\u00edmicas y f\u00edsicas para limitar las interacciones de los taninos y antocianos con las paredes celulares de la uva presentes en el mosto, principales responsables del bajo porcentaje de estos compuestos en el vino, comparando con lo observado en la uva, estudiando la aplicaci\u00f3n de estas t\u00e9cnicas tanto a nivel de disoluciones modelo como de vinificaciones reales.<\/p>\n\n\n\n

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Material y m\u00e9todos<\/strong><\/p>\n\n\n\n

Ensayos en disoluciones modelo<\/strong> – Aislamiento de paredes celulares de uva: Se prepararon paredes celulares purificadas (PC) a partir de pieles frescas de Vitis vinifera<\/em> L. cv. uvas Monastrell. Las paredes celulares se obtuvieron por el m\u00e9todo de De Vries et al. (1981) <\/strong>adaptado por Apolinar-Valiente et al. (2010).<\/strong><\/p>\n\n\n\n

Ensayos de interacci\u00f3n para taninos, enzimas y paredes celulares de uva: <\/strong>Las reacciones de interacci\u00f3n se realizaron en tubos de pl\u00e1stico de 3 ml. Brevemente, se mezclaron 32,5 mg de PC aislada de pieles de uva Monastrell con 5 mg de un tanino comercial previamente disuelto en 2,5 ml de soluci\u00f3n modelo (etanol al 12% y pH 3,6 ajustado con \u00e1cido trifluoroac\u00e9tico) en presencia y ausencia de preparaciones enzim\u00e1ticas purificadas. Los tubos se agitaron en un agitador orbital durante 90 minutos (200 rpm) a temperatura ambiente. Se incluy\u00f3 un blanco sin tanino y un blanco sin la pared celular, este \u00faltimo para controlar la desorci\u00f3n de taninos la pared. Despu\u00e9s de la incubaci\u00f3n, las muestras se centrifugaron (13.000 rpm), los sobrenadantes se concentraron y se secaron al vac\u00edo a 35 \u00baC (concentrador de vac\u00edo CentriVap, Labconco, MO). Las enzimas purificadas utilizadas incluyeron; celulosa (EC 3.2.1.4, Cel, 100 mg\/L) de Aspergillus niger<\/em>, pectinmethylestearase (EC 3.1.1.11, PME, 25 mg\/L) de c\u00e1scara de naranja, poligalacturonasa (EC 3.2.1.15, PG, 100 mg\/L) de Rhizopus sp<\/em>., pectin-liasa (EC 4.2.2.10 y EC 3.2.1.15, PL, 100 mg\/L) de Aspergillus japonicus<\/em> y una xilanasa (EC 3.2.1.8, Xyl, 50 mg\/L) de Thermomyces lanuginosus<\/em>. Las enzimas se agregaron individualmente, en un solo conjunto de combinaci\u00f3n (ET) o secuencialmente (ESEQ). En experimentos secuenciales, el tiempo entre las adiciones de enzimas fue de intervalos de 20 minutos, a excepci\u00f3n de la celulasa que se dej\u00f3 trabajar durante 30 minutos. Los diversos m\u00e9todos de adici\u00f3n se muestran en la Tabla 1.<\/p>\n\n\n\n

Ensayos de interacci\u00f3n para taninos, polisac\u00e1ridos solubles y paredes celulares de uva:<\/strong> Las reacciones de interacci\u00f3n se realizaron en tubos de pl\u00e1stico de 3 ml. Brevemente, se mezclaron 32,5 mg de PC aislada de pieles de uva Monastrell con 5 mg de un tanino comercial de hollejo y semilla previamente disuelto en 2,5 ml de soluci\u00f3n modelo (etanol al 12% y pH 3,6 ajustado con \u00e1cido trifluoroac\u00e9tico) en presencia y ausencia de tres polisac\u00e1ridos solubles distintos. Los polisac\u00e1ridos solubles utilizados de forma individual fueron: pectina (0.1 mg\/mL), pectina esterificada (0.1 mg\/mL) y manano (8.3 mg\/L). Los tubos se agitaron en un agitador orbital durante 90 minutos (200 rpm) a temperatura ambiente.<\/p>\n\n\n\n

Se realizaron adem\u00e1s ensayos de interacci\u00f3n entre los polisac\u00e1ridos solubles y los taninos en ausencia de paredes celulares.<\/strong> Tambi\u00e9n se incluy\u00f3 un blanco sin tanino y un blanco sin la pared celular, este \u00faltimo para controlar la desorci\u00f3n de taninos la pared celular. Despu\u00e9s de la incubaci\u00f3n, las muestras se centrifugaron (13.000 rpm), los sobrenadantes se concentraron y se secaron al vac\u00edo a 35 \u00baC (concentrador de vac\u00edo CentriVap, Labconco, MO).<\/p>\n\n\n\n

Para ambas experiencias se realizaron seis r\u00e9plicas para cada tratamiento experimental.<\/strong> Los sobrenadantes de tres r\u00e9plicas se concentraron y luego se disolvieron en 0,250 mL de metanol. Los extractos de metanol se analizaron para determinar el contenido de proantocianidina por HPLC y SEC (cromatograf\u00eda de exclusi\u00f3n por tama\u00f1o). En esos sobrenadantes tambi\u00e9n se determinaron el contenido en polisac\u00e1ridos por SEC.<\/p>\n\n\n\n

Ensayo de ultrasonidos: <\/strong>Para los ensayos de disoluciones modelo se utiliz\u00f3 un sistema de ba\u00f1o de ultrasonidos (Branson 8800 Ultrasonic cleaner, 25L) que opera a una frecuencia de 40 kHz, una potencia de 280 W y a temperatura controlada de 18\u00b11 \u00baC.<\/p>\n\n\n\n

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Vinificaciones<\/strong><\/p>\n\n\n\n

Se parti\u00f3 de uva que fue sometida a estrujado, despalillado y sulfitado (80 mg\/100 kg). Las vinificaciones con enzimas, polisac\u00e1ridos solubles y con el uso de ultrasonidos se llev\u00f3 a cabo en dep\u00f3sitos de 50 L. Tambi\u00e9n se elabor\u00f3 un vino control para cada tipo de dep\u00f3sito. Las diferentes vinificaciones, realizadas por triplicado, se llevaron a cabo de la siguiente manera:<\/p>\n\n\n\n

a) En las vinificaciones con enzimas<\/strong> se utilizaron diferentes actividades enzim\u00e1ticas puras (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) adicionadas conjuntamente: celulasa (100 mg\/L), pectin-metilesterasa (25 mg\/L), poligalacturonasa (100 mg\/L) y xilanasa (50 mg\/L) y secuencialmente (cada dos horas). Tambi\u00e9n se elabor\u00f3 una vinificaci\u00f3n donde solo se aplic\u00f3 la actividad celulasa. Las enzimas fueron a\u00f1adidas al inicio del proceso de maceraci\u00f3n.<\/p>\n\n\n\n

b) En las vinificaciones con polisac\u00e1ridos solubles<\/strong> se adicionaron pectina (100 mg\/L), pectina esterificada (100 mg\/L) y manano (8,3 mg\/L) al inicio del proceso de maceraci\u00f3n y estos fueron obtenidos de Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, USA).<\/p>\n\n\n\n

c) La vinificaci\u00f3n con aplicaci\u00f3n de ultrasonidos <\/strong>se llev\u00f3 a cabo como una vinificaci\u00f3n control y estos fueron aplicados o bien en la masa estrujada y antes de iniciar la maceraci\u00f3n o al mosto-vino despu\u00e9s de maceraci\u00f3n y prensado de los orujos. Los ultrasonidos (MiniPerseo, Agrovin S.A., Alc\u00e1zar de San Juan, Espa\u00f1a) se aplicaron durante 20 min a 2500 W y una frecuencia de 20 KHz y con a una densidad de potencia de 6,4 W cm-2<\/sup>.<\/p>\n\n\n\n

La fermentaci\u00f3n se llev\u00f3 a cabo a 22\u00baC utilizando Viniferm CT007 (Agrovin SA, Espa\u00f1a) como levadura de fermentaci\u00f3n a una dosis de 25 g\/Hl. La maceraci\u00f3n dur\u00f3 siete d\u00edas. Despu\u00e9s del fin de fermentaci\u00f3n alcoh\u00f3lica los vinos fueron trasegados, embotellados y almacenados a 20\u00baC. Los an\u00e1lisis de los compuestos fen\u00f3licos se llevaron a cabo despu\u00e9s de 6 meses de envejecimiento del vino en botella.<\/p>\n\n\n\n

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Composici\u00f3n de taninos<\/strong><\/p>\n\n\n\n

La determinaci\u00f3n de la concentraci\u00f3n y composici\u00f3n de taninos utillizando la reacci\u00f3n con el floroglucinol se realiz\u00f3 utilizando la metodolog\u00eda propuesta por Busse-Valverde et al. (2012).<\/p>\n\n\n\n

Tambi\u00e9n se utiliz\u00f3 la cromatograf\u00eda de exclusi\u00f3n por tama\u00f1o para determinar c\u00f3mo afectan las diferentes t\u00e9cnicas utilizadas en la distribuci\u00f3n de masa del tanino. Se utiliz\u00f3 la adaptaci\u00f3n del m\u00e9todo de Kennedy y Taylor (2003).<\/p>\n\n\n\n

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Composici\u00f3n crom\u00e1tica<\/strong><\/p>\n\n\n\n

La intensidad del color (IC) se calcul\u00f3 como la suma de las absorbancias a 620 nm, 520 nm y 420 nm (Glories, 1984), antocianos totales y polim\u00e9ricos se determinaron mediante el m\u00e9todo descrito por Ho et al. (2001), el \u00edndice de polifenoles totales (IPT) por el m\u00e9todo propuesto por Ribereau-Gayon & Pontallier (1983) y los taninos totales por el m\u00e9todo de la metil-celulosa (Smith, 2015).<\/p>\n\n\n\n

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Resultados y discusi\u00f3n<\/strong><\/p>\n\n\n\n

Algunos estudios han demostrado que la velocidad de transferencia de compuestos fen\u00f3licos de la uva al mosto puede ser limitada, entre otras razones, debido a las interacciones entre los compuestos fen\u00f3licos y la pared celular. Es posible que despu\u00e9s de estrujar las uvas para obtener el mosto de fermentaci\u00f3n, en ese momento existe una gran cantidad de material vegetal en suspensi\u00f3n que podr\u00eda adsorber parte de los taninos que est\u00e1n siendo extra\u00eddos de las uvas y estos compuestos fen\u00f3licos se perder\u00edan durante el descube y los trasiegos. <\/p>\n\n\n\n

Para probar este supuesto en una vinificaci\u00f3n real, una vinificaci\u00f3n control se compar\u00f3 con una vinificaci\u00f3n del vino tinto modificada, en la que se realiz\u00f3 una etapa de desfangado similar a los utilizados habitualmente para la elaboraci\u00f3n de vinos blancos y rosados (Osete-Alcaraz et al., 2019<\/strong>). La medida de las caracter\u00edsticas crom\u00e1ticas y el contenido de taninos de los vinos revel\u00f3 que el vino obtenido con el m\u00e9todo modificado conten\u00eda una cantidad significativamente mayor de compuestos fen\u00f3licos (aumento del 23% en la concentraci\u00f3n de antocianos y aumento del 43% en concentraci\u00f3n de taninos), y una mejora de las caracter\u00edsticas crom\u00e1ticas lo que demuestra esa adsorci\u00f3n sobre los restos vegetales en suspensi\u00f3n. Nuestro objetivo es, pues, intentar ver si podemos limitar esas adsorciones.<\/p>\n\n\n\n

Para abordar el estudio propuesto, se realizaron primero ensayos con paredes celulares aisladas, para poder estudiar el efecto real de adsorci\u00f3n sobre la pared, lo cual no se puede estudiar en vinificaciones reales, donde otros muchos mecanismos (extracci\u00f3n de compuestos fen\u00f3licos, oxidaciones, precipitaciones) est\u00e1n ocurriendo.<\/p>\n\n\n\n

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Efecto de los diferentes tratamientos en disoluciones modelo<\/strong><\/p>\n\n\n\n

Tratamiento con enzimas y ensayos de interacci\u00f3n: <\/strong>Se determin\u00f3 el grado de interacci\u00f3n entre un tanino comercial y las paredes celulares de la piel de la uva Monastrell, en presencia y ausencia de enzimas (ver Tabla 1). Esto se logr\u00f3 mediante la observaci\u00f3n de los cambios en los taninos que permanecieron en soluci\u00f3n en comparaci\u00f3n con los tratamientos control (Figura 1).<\/p>\n\n\n\n

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\"tab1\"
Tabla 1. Tipos de tratamientos enzim\u00e1ticos.<\/em>
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La reacci\u00f3n de las paredes celulares (PC) con el tanino en soluci\u00f3n llev\u00f3 a una disminuci\u00f3n del 54,5% en el contenido de tanino de la soluci\u00f3n. La presencia de enzimas en soluci\u00f3n (individual, combinada y secuencial) redujo la adsorci\u00f3n de los taninos en las PC entre 32-46% cuando las enzimas se usaron individualmente, entre 43-45% cuando se agregaron secuencialmente y entre 45 y 53% cuando utilizado en una adici\u00f3n de conjunto combinado. La menor adsorci\u00f3n de taninos se obtuvo con la presencia de PL (que es una mezcla de PG y PL) seguida de PG, Cel y PME, aunque no se encontraron diferencias significativas entre estos \u00faltimos tratamientos. Ya anteriormente, los estudios de Castro-Lopez et al. (2016)<\/strong> observado una menor capacidad de retenci\u00f3n de los taninos con PC en presencia de PG, Cel y una enzima de maceraci\u00f3n compuesta de poligalacturonasa, pectin liasa y pectin metilesterasa.<\/p>\n\n\n\n

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\"fig1\"
Figura 1<\/strong>. Efecto de la actividad de los enzimas puros utilizados individual, conjunta y secuencialmente en la adsorci\u00f3n de los taninos por parte de las paredes celulares de uva Monastrell. La figura muestra el % de los taninos no retenidos por las paredes celulares en presencia y ausencia de enzimas determinados por HPLC y fluoroglucinolisis y por SEC (cromatograf\u00eda de exclusi\u00f3n por tama\u00f1o).<\/em>
<\/figcaption><\/figure><\/div>\n\n\n\n
<\/div>\n\n\n\n

Ruiz-Garc\u00eda, Smith y Bindon (2014)<\/strong> mostraron que m\u00e1s del 54% de las proantocianidinas unidas a la pared celular se encontraron dentro de la fracci\u00f3n p\u00e9ctica. La eliminaci\u00f3n de polisac\u00e1ridos p\u00e9cticos de las paredes celulares, por lo tanto, redujo significativamente la adsorci\u00f3n de proantocianidinas.<\/p>\n\n\n\n

Las enzimas agregadas conjunta o secuencialmente no muestran una menor retenci\u00f3n de taninos (en la comparaci\u00f3n con los agregados individualmente) debido posiblemente a un aumento en la porosidad de la pared celular provocada por la eliminaci\u00f3n de la pectina debido a la acci\u00f3n de las enzimas. La porosidad inducida por enzimas puede mejorar la encapsulaci\u00f3n de los taninos dentro de la red celular (Le Bourvellec et al., 2005<\/strong>). Sin embargo, y esta es otra hip\u00f3tesis, una gran liberaci\u00f3n de polisac\u00e1ridos solubles de la pared celular y prote\u00ednas, por acci\u00f3n de los enzimas, podr\u00eda conducir a una parcial interacci\u00f3n con los taninos presentes en la soluci\u00f3n. Los complejos de tanino-prote\u00ednas o tanino-polisac\u00e1rido-prote\u00edna pueden precipitar en la soluci\u00f3n y no ser detectados en el medio.<\/p>\n\n\n\n

<\/div>\n\n\n\n

Ensayo de desorci\u00f3n<\/strong><\/p>\n\n\n\n

Para realizar este ensayo, se pusieron en contacto las PC con el tanino y una vez formados los complejos PC-Tanino, se aislaron, se lavaron intensamente y se reintrodujeron en una soluci\u00f3n modelo con enzimas. Tambi\u00e9n se realiz\u00f3 un blanco sin enzima para determinar cu\u00e1ntos taninos se liberan \u00fanicamente por la agitaci\u00f3n.<\/p>\n\n\n\n

Los resultados obtenidos en el an\u00e1lisis de los taninos liberados por el m\u00e9todo de la fluoroglucinolisis se pueden observar en la Tabla 2. Seg\u00fan estos, la enzima que mayor porcentaje de taninos liber\u00f3 fue la PME, seguida de la Xil y PG. Por otra parte, cuando se agregaron PL y CEL, no hubo un aumento en el fen\u00f3meno de desorci\u00f3n. La combinaci\u00f3n enzim\u00e1tica con mayor poder de desorci\u00f3n fue EJ, presentando diferencias significativas con las dem\u00e1s experiencias. Sin embargo, el efecto de desorci\u00f3n que se observ\u00f3 por la acci\u00f3n de los enzimas fue muy limitado.<\/p>\n\n\n\n

<\/div>\n\n\n\n
\"tab2\"
Tabla 2.<\/strong> Efecto de los tratamientos con enzimas en el proceso de desorci\u00f3n de los taninos de semilla previamente unidos a las paredes celulares. Caracterizaci\u00f3n y cuantificaci\u00f3n de los taninos liberados.<\/em> Abreviaciones:<\/strong> Tan: Tanino, PC: Pared Celular; GmP: Grado medio de polimerizaci\u00f3n; Letras diferentes en la misma columna indican diferencias estad\u00edsticamente significativas (P <0.05).<\/em><\/figcaption><\/figure><\/div>\n\n\n\n
<\/div>\n\n\n\n
<\/div>\n\n\n\n

Interacciones en presencia de polisac\u00e1ridos solubles<\/strong><\/p>\n\n\n\n

Renard et al. (2001)<\/strong> demostraron que los taninos tienen m\u00e1s afinidad para unirse a ciertos polisac\u00e1ridos solubles estructurales que a las paredes celulares, por lo tanto, podr\u00eda actuar como competencia en la interacci\u00f3n si estos estuvieran en presentes.<\/p>\n\n\n\n

La Tabla 3<\/strong> muestra los resultados de los ensayos de interacci\u00f3n entre un tanino comercial, polisac\u00e1ridos solubles y paredes celulares.<\/p>\n\n\n\n

Los resultados muestran que los taninos reaccionan en disoluci\u00f3n modelo con los polisac\u00e1ridos formando complejos solubles ya que los taninos permanecen en el medio y salvo en el caso de la pectina, no se observan descensos en la concentraci\u00f3n. La pectina es capaz de interaccionar con el tanino y hacer que precipite (Renard et al., 2001<\/strong>), mientras que la pectina esterificada y el manano no presentan este efecto negativo ya que no presentan diferencias significativas con el tanino en ausencia de polisac\u00e1ridos solubles.<\/p>\n\n\n\n

Cuando se utilizaron paredes celulares en los medios se vio que efectivamente, en presencia de estos tres polisac\u00e1ridos se lograba reducir la interacci\u00f3n con las paredes celulares (sobre todo con la pectina esterificada y el manano).  Tambi\u00e9n curiosamente hubo un ligero descenso del grado medio de polimerizaci\u00f3n y de galoilaci\u00f3n en presencia de los polisac\u00e1ridos.<\/p>\n\n\n\n

<\/div>\n\n\n\n
\"tab3\"
Tabla 3. <\/em><\/strong>Efecto de la adici\u00f3n de polisac\u00e1ridos solubles en las interacciones entre un tanino de semilla comercial y paredes celulares de piel de uva Monastrell. Caracterizaci\u00f3n y cuantificaci\u00f3n de los taninos en suspensi\u00f3n (no ligados a las paredes celulares).<\/em> Abreviaturas: <\/strong>Tan: Tanino, PC: Pared Celular; GmP: Grado medio de polimerizaci\u00f3n; Letras diferentes en la misma columna indican diferencias estad\u00edsticamente significativas (P <0.05).<\/em><\/figcaption><\/figure><\/div>\n\n\n\n
<\/div>\n\n\n\n

Uso de ultrasonidos<\/strong><\/p>\n\n\n\n

Para tener informaci\u00f3n sobre el efecto de los ultrasonidos de alta potencia sobre la propia estructura del tanino, ya que este m\u00e9todo podr\u00eda provocar una despolimerizaci\u00f3n del tanino, una disoluci\u00f3n modelo de un tanino comercial de uva se sonic\u00f3 en laboratorio, en un ba\u00f1o de ultrasonidos durante 30 y 60 minutos. Los resultados nos indicaron que no hab\u00eda diferencias significativas en la concentraci\u00f3n y solo muy leves en la composici\u00f3n de los taninos.<\/p>\n\n\n\n

<\/div>\n\n\n\n
\"tab4\"
Tabla 4. <\/em><\/strong>Efecto de los ultrasonidos de alta potencia a dos tiempos distintos de tratamiento distintos sobre la estructura de un tanino comercial.<\/em> Abreviaturas:<\/strong> Tan: Tanino, GmP: Grado medio de polimerizaci\u00f3n; Letras diferentes en la misma columna indican diferencias estad\u00edsticamente significativas (P <0.05).<\/em><\/figcaption><\/figure><\/div>\n\n\n\n
<\/div>\n\n\n\n

Posteriormente, se intent\u00f3 comprobar si cuando se hace reaccionar el tanino con la pared celular y el medio se sonicaba en vez de agitar, se ve\u00eda modificada la interacci\u00f3n de los taninos con la pared celular y no se observ\u00f3 ninguna diferencia.<\/p>\n\n\n\n

<\/div>\n\n\n\n
\"tab5\"
Tabla 5.  Efecto del tratamiento de ultrasonidos de alta potencia en la liberaci\u00f3n de taninos ligados a paredes celulares de piel de uva Monastrell.<\/em> Abreviaturas:<\/strong> Tan: Tanino, PC: Pared Celular; GmP: Grado medio de polimerizaci\u00f3n; Letras diferentes en la misma columna indican diferencias estad\u00edsticamente significativas (P <0.05).<\/em><\/figcaption><\/figure><\/div>\n\n\n\n
<\/div>\n\n\n\n

El tercer paso de este estudio fue intentar observar si los ultrasonidos eran capaces de desorber lo que ha estada adsorbido, sonicando un complejo pared celular-taninos y comparando con la desorci\u00f3n que se produc\u00eda si el complejo simplemente se agitaba, observ\u00e1ndose que no se produjo ning\u00fan incremento en la concentraci\u00f3n de taninos en el medio.<\/p>\n\n\n\n

<\/div>\n\n\n\n
\"tab6\"
Tabla 6.<\/strong> Comparaci\u00f3n de la capacidad de los ultrasonidos y la agitaci\u00f3n de liberar taninos previamente unidos a las paredes celulares de piel de uva Monastrell.<\/em> Abreviaturas: <\/strong>Tan: Tanino, PC: Pared Celular; GmP: Grado medio de polimerizaci\u00f3n; Letras diferentes en la misma columna indican diferencias estad\u00edsticamente significativas (P <0.05).<\/em><\/figcaption><\/figure><\/div>\n\n\n\n
<\/div>\n\n\n\n

Estos resultados indican que esta t\u00e9cnica no modifica la estructura del tanino ni limita la adsorci\u00f3n o favorece la desorci\u00f3n sobre las paredes celulares, en nuestras condiciones de estudio.<\/p>\n\n\n\n

<\/div>\n\n\n\n

Efecto en vinificaciones reales<\/strong><\/p>\n\n\n\n

Despu\u00e9s de observar el efecto en disoluciones modelo, donde realmente se ha podido evaluar el comportamiento aislado de las paredes celulares, en cuanto a su capacidad de adsorci\u00f3n\/desorci\u00f3n, se ensayaronr estas tres pr\u00e1cticas enol\u00f3gicas en vinificaciones reales.<\/p>\n\n\n\n

Efecto de los diferentes tratamientos sobre los par\u00e1metros crom\u00e1ticos del vino:<\/strong> La tabla 7 muestra los valores de los par\u00e1metros crom\u00e1ticos presentados por los diferentes vinos. La intensidad de color (IC) es uno de los par\u00e1metros con m\u00e1s importancia para los consumidores de vino y aquel que es apreciado inicialmente (Gonz\u00e1lez-Neves et al., 2014<\/strong>). Los antocianos son los compuestos fen\u00f3licos responsables del color rojo del vino tinto, \u00e9stos se encuentran en las vacuolas de las c\u00e9lulas vegetales de la piel de las uvas tintas.<\/p>\n\n\n\n

Cuando se utilizaron enzimas en la maceraci\u00f3n y polisac\u00e1ridos solubles, todos los tratamientos empleados incrementaron los valores de la intensidad de color, el contenido en compuestos fen\u00f3licos totales (IPT) y antocianos totales (AT). Los enzimas no tuvieron ning\u00fan efecto en la concentraci\u00f3n de antocianos polim\u00e9ricos del vino (AP); mientras que su contenido se increment\u00f3 con el resto de los tratamientos aplicados. Todos los tratamientos ensayados lograron un aumento en la concentraci\u00f3n de taninos, aunque en el caso de los polisac\u00e1ridos solubles no fue un incremento significativo.<\/p>\n\n\n\n

Teniendo en cuenta los resultados observados en las disoluciones modelo, el papel de los enzimas debe estar principalmente dirigido a favorecer la degradaci\u00f3n de las paredes celulares y la liberaci\u00f3n de los compuestos fen\u00f3licos, y no tanto a la liberaci\u00f3n de aquellos compuestos adsorbidos. En el caso de los polisac\u00e1ridos, si que es posible, dado lo observado en las disoluciones modelo, que ejerzan una competencia con los polisac\u00e1ridos de las paredes celulares, limitando la adsorci\u00f3n con este material en suspensi\u00f3n y formando complejos solubles en el medio que incrementan la concentraci\u00f3n.  <\/p>\n\n\n\n

Los an\u00e1lisis sensoriales de estos vinos (datos no mostrados) indicaron una gran preferencia de los catadores frente a los vinos tratados con enzimas y polisac\u00e1ridos solubles.<\/p>\n\n\n\n

<\/div>\n\n\n\n
\"tab7\"
Tabla 7.<\/strong> Efecto de los tratamientos enzim\u00e1ticos, adici\u00f3n de polisac\u00e1ridos solubles, ultrasonidos aplicados a vino y mosto\/pasta sobre las caracter\u00edsticas crom\u00e1ticas y la concentraci\u00f3n de taninos medidos espectrofotom\u00e9tricamente en vino tras 6 meses en botella.<\/em> Abreviaturas:<\/strong> IC: intensidad de color, IPT: \u00edndice de polifenoles totales, AT: antocianos totales, AP: antocianos polim\u00e9ricos, TT: taninos totales<\/em><\/figcaption><\/figure><\/div>\n\n\n\n
<\/div>\n\n\n\n

Los dos ensayos de ultrasonidos indican que al aplicarse sobre la masa estrujada, la acci\u00f3n de los ultrasonidos claramente facilita la salida de compuestos fen\u00f3licos del interior de las vacuolas y la degradaci\u00f3n de la pared celular pero cuando se aplican despues del descube, para desorber aquellos en suspensi\u00f3n, no se observ\u00f3 ning\u00fan aumento de compuestos fen\u00f3licos indicando, tal y como se observ\u00f3 en las disoluciones modelo, que no son capaces de desorber los compuestos.<\/p>\n\n\n\n

Efecto de los diferentes tratamientos sobre la concentraci\u00f3n y composici\u00f3n de los taninos del vino medidos por HPLC: <\/strong>La concentraci\u00f3n y composici\u00f3n de los taninos libres y no oxidados medidos por el m\u00e9todo de la fluoroglucinolisis se muestra en la tabla 8.<\/p>\n\n\n\n

<\/div>\n\n\n\n
\"tab8\"
Tabla 8. <\/strong>Efecto de los tratamientos enzim\u00e1ticos, adici\u00f3n de polisac\u00e1ridos, y sonicaci\u00f3n en vino y mosto\/pasta sobre la concentraci\u00f3n y composici\u00f3n de taninos tras 6 meses en botella.<\/em> Abreviaturas:<\/strong> GPm: Grado medio de polimerizaci\u00f3n, Epigalocat: Epigalocatequina, Epicatg: Epicatequinagalato.<\/em><\/figcaption><\/figure><\/div>\n\n\n\n
<\/div>\n\n\n\n

Con la aplicaci\u00f3n de enzimas se increment\u00f3 el contenido de taninos siendo adem\u00e1s este incremento debido a un aumento de aquellos taninos m\u00e1s polimerizados. Busse-Valverde et al. (2012)<\/strong> reportaron incrementos en el contenido de estos compuestos en el vino tras la adici\u00f3n de enzimas. Tambi\u00e9n los tratamientos en los que se a\u00f1adieron polisac\u00e1ridos solubles presentaron valores significativamente mayores en taninos totales y grado medio de polimerizaci\u00f3n de estos respecto a la vinificaci\u00f3n control. Los vinos tratados con ultrasonidos tambi\u00e9n lograron incrementar la concentraci\u00f3n de los taninos en el vino, y principalmente de aquellos ricos en epigalocatequina. Sin embargo, el grado medio de polimerizaci\u00f3n de los taninos no se increment\u00f3. En muchos estudios se ha demostrado que los ultrasonidos son capaces, m\u00e1s bien, de disminuir el peso molecular de mol\u00e9culas de gran tama\u00f1o, como ciertos polisac\u00e1ridos (Mu\u00f1oz-Almagro et al., 2017<\/strong>) o prote\u00ednas (Jambrak et al., 2009<\/strong>) aunque en este estudio no se han encontrado estos resultados en disoluciones modelo.<\/p>\n\n\n\n

<\/div>\n\n\n\n

Conclusiones<\/strong><\/p>\n\n\n\n

Los estudios previos indicaron que la eliminaci\u00f3n de material suspendido del mosto provoca un aumento en la concentraci\u00f3n final de compuestos fen\u00f3licos en el vino, confirmando as\u00ed el papel de las paredes celulares en la retenci\u00f3n y eliminaci\u00f3n de compuestos fen\u00f3licos durante la vinificaci\u00f3n. La extracci\u00f3n efectiva de compuestos fen\u00f3licos de uvas durante la maceraci\u00f3n fermentativa, por lo tanto, depende de tener la capacidad de interrumpir o reducir estas asociaciones. De las tres pr\u00e1cticas enol\u00f3gicas ensayadas en este trabajo se puede concluir que:<\/p>\n\n\n\n

  • Las enzimas de maceraci\u00f3n<\/strong> no tienen efecto sobre la desorci\u00f3n, y tienen un efecto limitado sobre la reducci\u00f3n de la adsorci\u00f3n. Cuando son usados en vinificaci\u00f3n mejoran las caracter\u00edsticas crom\u00e1ticas, efecto m\u00e1s atribuible a la facilitaci\u00f3n de la salida de los compuestos fen\u00f3licos contenidos en las vacuolas que a la limitaci\u00f3n de la adsorci\u00f3n de los compuestos ya liberados.
    <\/li>
  • Los polisac\u00e1ridos solubles<\/strong> s\u00ed que limitan la adsorci\u00f3n de taninos, compitiendo con los de la pared celular. Su uso podr\u00eda mejorar las caracter\u00edsticas crom\u00e1ticas durante la vinificaci\u00f3n.
    <\/li>
  • Ultrasonidos:<\/strong> No ejercen ning\u00fan papel apreciable en la desorci\u00f3n de los compuestos fen\u00f3licos y no limitan la adsorci\u00f3n. Durante la vinificaci\u00f3n mejoraron las caracter\u00edsticas crom\u00e1ticas de los vinos cuando se utilizan sobre la uva estrujada, debido a su efecto de extracci\u00f3n, pero no mejoran apreciablemente el color del vino si se aplican sobre el mosto-vino, una vez efectuado el descube.<\/li><\/ul>\n\n\n\n
    <\/div>\n\n\n\n

    Fuentes: Universidad de Murcia e Infowine<\/strong><\/em><\/p>\n\n\n\n

    <\/div>\n","protected":false},"excerpt":{"rendered":"

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